稻田覆盖了世界灌溉农田总面积的20%^[1]，在全球温室气体交易过程中扮演了重要角色。我国稻田主要分布在南方地区，水稻土呈中性，具有土壤淋溶作用较强、易板结、质地黏重等特点，而且水稻土一般养分含量较低，氮肥利用效率低下，导致作物产量低而不稳。

生物炭（biochar）作为生物质热解炭化生成的一种含碳量极其丰富的、性质稳定的产物^[2]，具有孔隙结构发达，较强的吸附特性和高度的稳定性^[3]，不仅能够提高土壤pH和土壤含水量，改善土壤结构^[4]，而且能够提高土壤有机质含量^[5]，增加土壤中氮、磷、钾、钙、镁等含量^{[6, 7]}，增加土壤固碳能力及农作物产量^[8]等。近年来，利用生物炭改良水稻土的研究逐渐增多。Chen等^[9]通过2年的稻田田间试验发现，生物炭的添加显著提高偏酸性稻田土壤有机碳和全氮水平，降低土壤硝态氮含量，改善了土壤肥力质量；同时，提高了土壤细菌群落结构多样性，但是对微生物量碳氮含量未产生明显影响。李明等^[10]通过135 d 室内培养实验发现，水稻和玉米秸秆炭均能够改良红壤性水稻土的酸度，提高土壤养分含量和微生物量水平，改变土壤微生物群落结构。陈安强等^[11]通过1年的稻田田间试验发现，生物炭可以显著提高土壤微生物量碳。因此，将生物炭作为改良剂添加到水稻土中，有助于提高土壤肥力、改善土壤环境质量。

已有研究表明，农田施用生物炭可以促进土壤呼吸作用和提高土壤微生物活性^[12]。Zimmerman等^[13]研究表明，施用生物炭的土壤中碳释放量比对照高，同时，累积碳矿化量随着生物炭热解温度的降低而升高。O′Neill等^[12]和Taketani等^[14]发现含碳量丰富的Arthrosols土壤中，其微生物量高于周围邻近的贫瘠土壤。其原因是生物炭能够为多种微生物的生长与繁殖提供良好的环境^[15]，另一方面，生物炭所含丰富的碳能够作为一些微生物生存的唯一碳源，促进特定微生物的生长繁殖^{[16, 17]}。也有研究认为，施入土壤的生物炭与土壤结合，显著改善了土壤的通气状况，促进土壤团聚体的形成，进而影响土壤气体和水分状况^[18]，影响微生物活性。

PLFA分析被广泛地应用于土壤微生物群落结构多样性的研究，PLFA是磷脂的构成成分，它具有结构多样性和生物特异性，土壤中PLFA的存在及其丰度可揭示特定生物或生物种群的存在及其丰度，可用以表征微生物群落中“存活”的那部分群体^[19]。生物炭能够通过改善土壤微环境影响微生物群落组成^[20]。Bamminger等^[21]通过37 d的室内培养实验发现，在凋落物存在的条件下，生物炭的添加能够显著提高微生物PLFA总含量（达16%）和细菌类PLFA含量（达11%），尤其是显著提高了革兰氏阳性细菌的丰度，同时，生物炭的添加能够显著提高真菌类PLFA含量（达34%）。然而，也有研究表明，生物炭的添加对土壤微生物量和PLFA含量无显著影响^[22]。在比利时开展的2年田间试验发现，施用480 ℃炭化的硬木和软木混合制备的生物炭，能够提高砂壤土含水量，改善土壤有机碳水平，但是对第一年土壤微生物群落结构影响较小，仅仅表现为提高了细菌类PLFA含量，对真菌类PLFA无明显影响^[23]。

目前，关于生物炭对水稻土微生物群落结构多样性的影响仍存争议，尤其是生物炭对土壤养分及生物学指标时间尺度上的变化特征影响未见广泛报道。本论文采用玉米秸秆生物炭作为改良措施，从土壤养分状况及微生物群落结构等方面进行了系统的研究，以期为中性水稻土的培肥改良提供理论依据。

试验用土采自湖南省农业科学院长期定位试验超级稻稻田耕作层（0~20 cm）新鲜土壤，土壤类型为第四纪红壤发育的水稻土，在选定的地点上通过多点混合采集0~20 cm土层土样，将采集的土壤样品自然风干至土壤含水量为20%，挑去肉眼可见的细根和石块后过2 mm筛用于培养实验。耕层土壤理化性质为：pH7.5，土壤有机质（SOM）45.7 g·kg^-1，全氮（TN）2.3 g·kg^-1，铵态氮（NH₄⁺-N）2.2 mg·kg^-1，硝态氮（NO₃^--N）29.5 mg·kg^-1，可溶性碳（DOC）169.7 mg·kg^-1，可溶性氮（DON）153.2 mg·kg^-1，全磷（TP）1.8 g·kg^-1，全钾（TK）12.0 g·kg^-1，电导率（EC）194 μS·cm^-1。

本研究所用生物炭制备方法参考盖霞普等^[24]。试验采用地上部玉米秸秆作为炭化原料，用蒸馏水清洗干净，65 ℃烘箱烘干。烘干的秸秆样品采用植物粉碎机粉碎后装满不锈钢盒，加盖密封，置于马弗炉（SXZ-12-10）中，逐渐升温至500 ℃、并保持500 ℃条件下持续炭化1.5 h，炭化后样品冷却，过20目筛（1 mm）后保存在棕色广口瓶中。生物炭的理化特征为：pH10.0，灰分含量34%，含碳（C）量23.2%，含氮（N）量0.7%，NH₄⁺-N含量2.4 mg·kg^-1，NO₃^--N含量0.4 mg·kg^-1，阳离子交换量（CEC）23.8 cmol·kg^-1。

试验于2014年7—8月在实验室进行。称100 g水稻土样品，加入0%、1%、2%、4%玉米秸秆生物炭（炭土比）于250 mL塑料杯中（分别用CK、T1、T2、T3表示），调节水分至田间持水量的40%^[25]，用保鲜膜封口，并在保鲜膜中间留一小孔，将其置于25 ℃下恒温培养箱中培养，每隔3 d称重补水，每个处理设置3个重复。分别在培养实验过程中的第1、3、6、9、14、21、31、41 d进行破坏性取样。新鲜样品于4 ℃下冷藏保存，测定土壤NH₄⁺-N、NO₃^--N、微生物量碳/氮、DOC/DON、土壤呼吸等指标；部分土样经冷冻干燥处理后，用于PLFA分析；风干样品测定土壤pH、TN、SOM等指标。

土壤pH、SOM、TN、NH₄⁺-N、NO₃^--N、TP和TK均采用常规分析方法^[26]。土壤pH采用pH计（Mettler Toledo Delta 320）测定（水/土为5:1）；SOM测定采用重铬酸钾-外加热容量法；土壤TN采用浓H2SO4消煮-半微量开氏法，全自动开氏定氮仪（KDY-9830，Beijing）测定；土壤无机氮（土壤中NH₄⁺-N+NO₃^--N）采用0.01 mol·L^-1 CaCl2浸提，流动分析仪（AA3）测定；土壤TP采用NaOH熔融-钼锑抗比色法，紫外分光光度计（PerkinElmer UV 25）测定；土壤TK采用1 mol·L^-1乙酸铵浸提，火焰光度计（FP 6410）测定。

土壤微生物量的测定：采用氯仿熏蒸-0.5 mol·L^-1 K₂SO₄提取，Multi N/C 3100总有机碳/总氮分析仪^[27]，具体操作过程如下：称取相当于干土重量10 g的鲜土6份于50 mL烧杯中，3份用于氯仿处理，3份不经氯仿熏蒸的作对照。用氯仿处理时，将盛有土壤的烧杯置于内铺一层湿润滤纸的真空干燥器中，同时内放一装有2/3的去乙醇氯仿的50 mL小烧杯（烧杯中放几粒沸石）和一装有稀氢氧化钠溶液的小烧杯，密封真空干燥器并连到真空泵，抽真空至氯仿沸腾5 min。将干燥器放入25 ℃培养箱中黑暗放置24 h。熏蒸与对照处理结束后，转移烧杯中的土壤于100 mL塑料瓶中，加入40 mL 0.5 mol·L^-1 K₂SO₄溶液（土:液=1:4），在25 ℃振荡器中振荡提取30 min，然后过滤取得上清液。上清液中的总有机碳、氮用Multi N/C 3100自动分析仪测定，熏蒸土壤和未熏蒸土壤提取的有机碳、氮测定值之差（Ec）、（En）分别除以相对应的转换系数K_EC（0.45）、K_EN（0.68）得到土壤微生物量碳（MBC，mg·kg^-1）、微生物量氮（MBN，mg·kg^-1）。即：MBC= Ec/K_EC=Ec/0.45、MBN=En/K_EN=En/0.68。

土壤呼吸的测定：称取30 g混有生物炭的新鲜土样于500 mL棕色广口瓶中，调节土壤含水量至田间持水量的60%，吸取0.l mol·L^-1 NaOH溶液5 mL于小烧杯中，轻轻置于棕色广口瓶中，塞紧瓶塞，于25 ℃恒温培养箱中培养24 h。培养结束时，用蒸馏水将NaOH溶液洗入滴加酚酞的三角瓶中，用0.l mol·L^-1标准盐酸溶液滴定至红色消失，试验另设不加土壤的空白作对照。计算结果：

土壤微生物群落结构多样性采用PLFA分析。本文脂类提取和磷酸酯脂肪酸分离的基本步骤如下^[28]：首先，将冷冻干燥的土样过100目筛，取2.0 g样品于干净的试管内，用氯仿-甲醇-柠檬酸缓冲液（体积比1:2:0.8）振荡提取脂类，提取液过硅胶柱层析，分别用氯仿、丙酮和无水甲醇洗脱，将含磷脂部分用氮气吹干，然后用碱性甲醇水解和皂化（甲基化）得到磷脂脂肪酸甲酯（FAME），用Agilent 6890GC（G1530N/G3172A）气相色谱仪（ECD检测器）分析测定提取的FAME含量。PLFA的定性和定量分析以PLFA 19：0做内标物进行计算^[23]。特定脂肪酸以碳的数目、双键的数目和双键距离分子末端的位置（从甲基端起）的方式命名。命名法采用X：YωZ（其中X指主链碳原子个数，Y为双键个数，Z为甲基链距离双键的位置），c、t分别表示顺式和反式脂肪酸，a、i分别指反式支链脂肪酸及异式支链脂肪酸，cy表示环状脂肪酸，10 Me表示第10个碳原子上的甲基（从羟基端起）^[29]。磷脂脂肪酸鉴定分为5类，各类群微生物标记如表 1所示。

表 1 表征土壤微生物的PLFA Table 1 PLFA characterizing microbes

表选项

采用OriginLab 8.1软件作图，PLFA数据以nmol·g^-1数值进行多元统计分析，并将各种脂肪酸的含量（nmol%）与土壤中的化学养分进行冗余度分析（Redundancy analysis，RDA）。采用Canoco 4.5软件进行RDA分析，研究土壤性质与微生物群落结构之间的关系。所有数据采用SAS软件进行（Version 9.1）单因素方差分析（One-way ANOVA），统计分析添加生物炭处理的土壤生化性质之间的差异，多重比较采用Duncan法（P=0.05），平均值在P＜0.05水平下的任何差异具有统计学意义。

41 d的培养实验结果表明（表 2），中性水稻土有机质含量显著降低，TN含量变化较小，土壤C:N值从11.5下降到10.5。生物炭能够提高土壤pH值，幅度为0.02~0.11个单位，处理间差异不显著。生物炭的添加能够显著增加SOM和TN含量（P＜0.05），和CK相比，T1、T2、T3处理分别提高SOM含量为13.0%、30.2%、53.4%，提高土壤TN含量为4.4%~13.0%。

表 2 生物炭对中性水稻土养分和土壤呼吸的影响 Table 2 Nutrients and respiration in neutral paddy soil after biochar amendments

表选项

从表 2可以看出，培养41 d后，生物炭的添加对土壤呼吸速率有一定的促进作用，且生物炭浓度越高，促进作用越大。和CK相比，T1、T2、T3处理的土壤呼吸速率分别增加11.1%、17.6%、28.7%。

生物炭对土壤中NH₄⁺-N含量的影响如图 1所示。从时间尺度上看，在培养第1 d，NH₄⁺-N较高，第3 d时，NH₄⁺-N降低；在随后的培养过程中，土壤中NH₄⁺-N含量先升高后降低，并在培养的第21 d降至最低值，随后NH₄⁺-N含量趋于稳定；在培养的第14 d达到峰值，CK、T1、T2、T3处理的NH₄⁺-N含量分别为4.0、2.5、2.3、2.0 mg·kg^-1。从生物炭添加的效果来看，处理间差异显著（P＜0.05），和CK相比，T1-T3处理减少土壤NH₄⁺-N含量达37.5%~50.0%。

图 1 生物炭对土壤铵态氮含量影响的时间尺度变化特征 Figure 1 Temporal changes of soil ammonium nitrogen content after biochar amendments

图选项

生物炭对土壤NO₃^--N含量的影响如图 2所示。从时间尺度上看，随培养时间的延长，土壤中NO₃^--N含量逐渐升高（1~9 d），第9~14 d NO₃^--N含量趋于稳定，第14~21 d稍稍下降，而在培养第31 d达到最大值，CK、T1、T2、T3处理的土壤NO₃^--N含量分别为81.4，76.0，71.4，70.3 mg·kg^-1，呈现土壤中NO₃^--N累积现象。从生物炭添加处理上看，高量（4%）生物炭的添加能够降低土壤NO₃^--N含量，而少量（1%~2%）生物炭的添加对土壤NO₃^--N含量影响不显著。

图 2 生物炭对土壤硝态氮含量影响的时间尺度变化特征 Figure 2 Temporal changes of soil nitrate nitrogen content after biochar amendments

图选项

生物炭的添加对土壤MBC含量的影响如图 3a所示。从时间尺度变化上看，随着培养时间的延长，土壤MBC含量表现为先逐渐增加，在培养第9 d达到峰值，随后逐渐降低，在培养第21 d达到最低值，最后逐渐达到稳定状态，至第41 d时，CK、T1、T2、T3各处理土壤MBC含量分别为370.3、395.7、410.6、423.3 mg·kg^-1。从生物炭添加的处理效果来看，在每一个培养时间内，和CK相比，生物炭的添加均能够增加土壤MBC含量，且添加量越大，MBC增加幅度越大，以培养第9 d峰值数据为例，T1、T2、T3各处理土壤MBC含量分别比CK（431.6 mg·kg^-1）高13.7%、14.7%、17.1%。

图 3 生物炭对土壤微生物量碳（a）与可溶性碳（b）含量影响的时间尺度变化特征 Figure 3 Temporal changes of soil MBC and DOC content after biochar amendments

图选项

生物炭的添加对土壤DOC含量的影响如图 3b所示。DOC与MBC的变化趋势相似，从时间尺度上看，DOC含量在培养的第1~14 d逐渐升高，第14 d达到峰值后，DOC含量迅速降低，在第21 d降至最低值，随后逐渐升高，至第41 d时，CK、T1、T2、T3各处理土壤DOC含量分别为182.1、216.8、229.9、288.7 mg·kg^-1。从生物炭添加效果来看，生物炭的添加均能够提高每一个培养时间内的DOC含量，以培养第14 d峰值数据为例，T1、T2、T3各处理的土壤DOC含量分别是CK的1.30、1.16、1.06倍。

生物炭的添加对土壤MBN含量的影响如图 4a所示。从时间尺度上看，土壤中的MBN含量随着培养时间的延长逐渐降低，在培养第21 d达到最低值，而后呈增加趋势，在培养第31 d，MBN含量增至接近起初状态，随后又呈现降低趋势。在培养第41 d，CK、T1、T2、T3各处理MBN含量分别为29.5、30.9、33.3、37.0 mg·kg^-1。从生物炭添加效果来看，和MBC变化趋势相似，生物炭的添加可增加每一时间段内的MBN含量，以培养41 d结束时为例，T1、T2、T3处理的MBN含量分别比CK（29.5 mg·kg^-1）高4.8%、12.9%、25.7%。

图 4 生物炭对土壤微生物量氮（a）与可溶性氮（b）含量影响的时间尺度变化特征 Figure 4 Temporal changes of soil MBN and DON content after biochar amendments

图选项

生物炭的添加对土壤可溶性氮（DON）含量的影响如图 4b所示。与MBN和DOC含量的变化趋势不同，从时间尺度上看，DON含量表现为培养初期（第1~3 d），DON含量较高，随着时间的延长而逐渐降低，并在培养末期，降至最低值。此外，生物炭的添加对土壤DON含量影响不显著（P＞0.05）。

对培养41 d结束后土壤进行PLFA分析，碳原子数从10到20共94种PLFA被检测出，选择了含量较高的19种PLFA来作分析比较，PLFA的种类和含量见表 3。结果发现水稻土的4个处理中均含有各种饱和、不饱和、带有支链和环状的PLFA，PLFA种类表现为处理间差异不显著；对每一种PLFA而言，生物炭的添加对其影响不明显。以土壤中较丰富的i15：0、16：0和16：0 10-Me脂肪酸进行分析，CK、T1、T2、T3处理的土壤中3类PLFA含量分别为7.64~6.74 nmol·g^-1、10.61~9.38 nmol·g^-1和7.19~6.02 nmol·g^-1。

表 3 生物炭对土壤微生物主要PLFA构成特征的影响 Table 3 Profiles of main PLFA of microbes in soil after biochar amendments

表选项

基于含量较高的19种PLFA来进行微生物类型划分，分为3类（表 4），包括细菌、真菌、放线菌。其中，细菌含量最高，其次为放线菌，真菌最少。添加生物炭降低了PLFA含量，但土壤中各微生物类群PLFA含量处理间差异不明显。和CK（56.72 nmol·g^-1）相比，T1、T2、T3处理的PLFA总量分别为53.85~49.27 nmol·g^-1。对细菌PLFA含量而言，CK、T1、T2、T3各处理的PLFA含量为44.09~38.52 nmol·g^-1，生物炭对放线菌、真菌PLFA含量的影响与细菌相似，CK、T1、T2、T3各处理的PLFA含量为9.10~7.70 nmol·g^-1、3.53~3.05 nmol·g^-1。土壤真菌/细菌比的范围为0.080 06~0.079 18，表明生物炭的添加并没有显著影响这一比值（P＞0.05）。

表 4 生物炭对土壤各微生物类群PLFA含量的影响 Table 4 Content of PLFA in microbial groups after biochar amendments

表选项

生物炭处理的PLFA总量与土壤化学养分的RDA分析表明，生物炭的添加影响了土壤PLFA的含量（图 5）。RDA分析结果表明，第1轴（横轴）共解释了85.6%的土壤化学养分信息，这2个轴（横轴+纵轴）共解释了95.9%的土壤化学养分的信息。进一步对7个养分指标的RDA结果进行分析发现，DOC、DON和NO₃^--N是影响PLFA总量的主要控制因素；添加生物炭处理的点分布比较分散，代表了生物炭的添加对微生物群落结构的影响不显著。此类样点位于pH、TN、SOM和DOC的正方向上，说明添加生物炭，会相对提高这些指标的含量；同时，位于NH₄⁺-N，NO₃^--N和DON的反方向上，说明添加生物炭能够降低这些指标的含量。

图 5 添加生物炭对PLFA 总量和土壤养分影响的冗余度分析结果 Figure 5 RDA results of soil PLFA and soil nutrients after biochar amendments

图选项

生物炭大多呈碱性，可改良酸性土壤^[36]。生物炭之所以能够提高土壤的pH值，主要是因为生物炭灰分中含有较多的钾、钠、钙、镁等盐基离子，可通过吸持作用降低土壤的交换性氢离子和铝离子水平^{[36, 37]}。在本研究中，供试水稻土呈中性（pH7.5），生物炭对其pH的提高作用并不明显。

在土壤整个培养过程中，中性水稻土有机质含量显著降低。这表明，在没有外源碳加入的情况下，土壤有机质含量在环境适宜的条件下，会通过微生物活动显著下降，进而导致土壤中C:N比下降。施入生物炭后，土壤有机质含量显著升高，4%的生物炭添加量能够增加土壤有机质含量53.4%。Ameloot等^[38]的研究也发现施用49 t·hm^-2木本生物炭能够提高土壤中有机碳含量115%。生物炭中含有部分易挥发物质，且表面官能团易被氧化^[39]，随着生物炭在土壤中存在时间的延长，与土壤相互作用会产生一种保护机制，增加土壤有机质的稳定性，提高土壤有机碳积累水平^[40]。这与之前报道的生物炭具有固碳、温室气体减排等作用相吻合^{[2, 15]}。

土壤培养过程中，土壤TN含量略有降低，可能是由于土壤微生物硝化及反硝化过程中N_XO等的损失所致。生物炭的添加提高了土壤中TN含量，主要是生物炭向土壤中释放的氮素引起的，与Dong等^[41]的研究结果一致。施入生物炭还能够改善土壤通气状况，抵制氮素微生物的反硝化作用，从而减少NxO的形成和排放，进而使得土壤中TN含量增加^[15]。

土壤NH₄⁺-N的时间尺度变化规律为培养3 d含量迅速降低，随后先升高后降低，并在培养第21 d降至最低值，然后逐渐升高至稳定状态。与此同时，土壤NO₃^--N含量初期比较稳定，在培养第14~21 d稍稍降低，随后呈逐渐增加的趋势，表现为NO₃^--N含量逐渐累积的现象。主要原因是培养初期，在DOC充足的条件下（图 3b），微生物快速生长，NH₄⁺-N含量在3 d内即被耗竭，而后，随着矿化作用的增强，土壤中NH₄⁺-N含量也逐渐增多，到第21 d时，土壤DOC含量达到最低，土壤中NH₄⁺-N和NO₃^--N均达到最低值。培养第21~31 d期间，由于土壤微生物的矿化作用与硝化作用^[42]，土壤中无机氮含量以及DOC含量不断增加，最终在培养第31 d达到稳定。同时，高量生物炭的添加，可明显降低土壤无机氮含量。这一方面归因于生物炭凭借其巨大的比表面积、大量的表面负电荷以及较高的电荷密度，具有较强的吸附能力，吸附了以交换态形式存在的养分物质^[43]，如NH₄^+[44]；另一方面归因于生物炭刺激了土壤硝化作用^[45]，从而降低了土壤中NH₄⁺-N含量。本研究中，少量生物炭的添加（1%~2%）对土壤NO₃^--N含量的影响不明显，与生物炭对NO₃^--N不具有吸附能力有关^{[44, 46]}；而高量生物炭（4%）的添加能够降低土壤中NO₃^--N含量，与Beck等^[47]的研究结果一致，生物炭（添加量7%）处理的土壤中NO₃^--N和TN含量减少79%~97%。

生物炭的添加能够显著改善微生物活性，一方面，生物炭可以通过促进微生物生长，加速土壤中不稳定碳组分的分解^[48]；另一方面，加入生物炭的短期时间内，生物炭中的易挥发性物质可以刺激微生物活性^{[49, 50]}，从而提高土壤呼吸强度。这与本研究的结果一致，表现为添加1%~4%生物炭，土壤呼吸强度提高11.1%~28.7%。

土壤微生物量碳、氮和可溶性有机碳、氮是反应土壤被干扰程度的重要灵敏性指标^[51]，在农田生态系统中，特别是外源有机物料的添加能够显著影响土壤微生物量碳、氮和可溶性有机碳、氮含量的变化^[11]。土壤MBC的时间尺度变化规律主要是随着培养时间的延长，MBC含量逐渐降低，在第21 d降至最低值，随后逐渐升高至接近起初水平；MBN的时间尺度变化规律与MBC含量略有差异，表现为随着时间的延长，逐渐降低。主要因为培养初期，在DOC含量充足的条件下，微生物活性较高，MBC和MBN含量较高，随着时间的延长，土壤中DOC含量达到最低值，微生物可利用态碳最少，MBC、MBN降至最低值。随后，在土壤微生物的矿化作用与硝化作用下^[42]，土壤中无机氮含量以及DOC含量又逐渐增加，土壤MBC含量也随之增加，最终在培养第31 d达到稳定状态。MBN的时间尺度变化规律与MBC略有不同，主要是由于培养初期，土壤中DON含量无法满足微生物合成氮量需求，导致微生物有机体中碳氮比急剧下降^[52]，MBN含量持续下降，直到培养第21 d，MBN含量达到最低，之后随着土壤微生物矿化作用的增强，微生物固氮能力逐渐提高，在第31 d基本达到初始含量水平，但随着培养试验时间的延长，土壤中养分含量逐渐降低，尤其是土壤DON含量的持续下降，MBN含量又呈现了下降趋势。在本研究中，生物炭的添加对土壤微生物量的影响与Zhang等^{[17, 53]}的研究结果相似，即生物炭能够增加土壤微生物量碳氮含量。生物炭的添加可增加土壤中DOC含量，土壤中DOC浓度的增加，刺激了微生物的活性，导致MBC含量的增加；同时，MBN含量明显提高，表明有较多的氮素通过同化作用转入微生物体内暂时固定，与生物炭减少土壤中无机氮含量的结果一致。但也有研究报道农田施用生物炭对微生物量碳氮影响并不显著^{[54, 55]}，Dempster等^[56]的研究则发现施用生物炭显著地降低了砂质土中微生物量碳，且降低幅度随施用量的增加而增加，与土壤类型、生物炭来源等因素有关^[57]。

与生物炭对土壤微生物量的影响不同，生物炭的添加降低了土壤中PLFA含量，但土壤中各微生物类群PLFA含量处理间差异不明显，生物炭的添加对土壤微生物群落结构影响不显著。因生物炭的组分及结构特异性，不同微生物群落对生物炭的响应往往不同；微生物群落结构的改变程度主要受生物炭性质、添加量及土壤类型的影响。前人研究表明，在森林土壤中，添加500 ℃碳化制备的糖枫木生物炭，通过24周的室内培养实验发现，培养1~12周以内，生物炭的添加导致细菌、真菌PLFA含量呈现降低趋势，归因于土壤中可利用态养分的快速消耗^[58]。然而，Ameloot等^[38]开展的为期14个月的田间试验表明，添加木质生物炭（30或60 t·hm^-2）对土壤微生物活性及细菌多样性无影响，其原因还不清楚。RDA分析表明，土壤DOC、DON和NO₃^--N的含量，是影响中性水稻土的微生物群落结构的主要因素（图 5），正是生物炭对DOC含量的正效应与对NO₃^--N的负效应的综合作用，可能导致生物炭的添加对土壤微生物群落结构的影响不明显。因此，生物炭的添加可能主要是通过改善土壤养分环境，如pH，SOC和DOC含量等，间接改善土壤微生物组成及群落结构，此过程往往与试验条件、生物炭自身性质、土壤类型等密切相关，其内在机制还需要进一步探讨。

（1）从时间尺度变化规律来看，土壤中铵态氮和硝态氮以及微生物量碳氮均呈现波动性变化规律，在培养的第21 d达到最低值，随后又呈现增加趋势，这与土壤中可利用态碳氮养分耗竭有关。

（2）从生物炭的添加效果来看，生物炭能够提高土壤pH值、有机质、全氮以及微生物量碳氮含量，降低土壤中铵态氮、硝态氮以及PLFA含量，但对微生物群落结构多样性影响不明显。