多环芳烃（Polycyclic aromatic hydrocarbons，PAHs）是煤和石油等有机物不完全燃烧产生的挥发性碳氢化合物，是重要的环境污染物^[1-2]。随着我国工业化的发展，PAHs广泛分布于土壤、大气等各种环境介质中。长久保留在土壤中的PAHs，将通过食物链富集，最终危害人体健康。

生物质炭（Biochar）是由生物质在完全或部分缺氧的条件下经热解炭化产生的一类高度芳香化、难熔的固态物质^[3]。生物质炭具有高的含碳量、较多的养分和较强的吸附性能，因而在增加土壤碳库贮量、提高土壤肥力以及维持土壤生态系统平衡方面发挥着重要的作用^[4-6]。研究表明^[7-8]，生物质炭对PAHs等有机污染物具有很强的吸附能力，可降低其生物毒性。生物质炭来源广泛，常见的畜禽粪便、农业秸秆等均可以用来制备生物质炭^[9]。我国农业每年生产约7亿t的各类作物秸秆，山西省的年产量也超过2000万t^[10]，而多数秸秆被废弃或焚烧，造成了资源的极大浪费，且增大了环境安全风险。若将秸秆制备成生物质炭用于PAHs土壤的修复，一方面克服了资源浪费状况，另一方面可以改善土壤理化性质、提高土壤肥力和保熵能力、增加土壤碳库储量。更重要的是，有机物料施用有利于增加土壤生物多样性，从而有助于污染土壤的生态重建，对PAHs污染土壤具有更大的修复潜力^{[7, 11-12]}。

为此，本实验选用玉米秸秆制备生物质炭，研究不同施用量对土壤中PAHs总量和生物有效性含量的影响，以期为污染土壤修复提供理论依据。

1 材料与方法 1.1 土壤的采集与处理

土壤样品采自太原市郊清洁农田，土样采回后，置于阴凉处风干，去除其中的石砾、根系等，过2 mm筛，备用。取一部分用于理化性质的测定，其余保存。土壤的理化性质见表 1。

1.2 生物质炭的制备

利用玉米秸秆制备生物质炭，其制备方法在我们以往的研究中已经报道^[13]。生物质炭（干燥基）的理化性质见表 2。

1.3 试剂与仪器

本文选取PAHs中典型的菲（3环，分子量178.2）和芘（4环，分子量202.3）作为目标化合物进行土壤培养实验。该化合物购自J & K scientific公司，纯度分别为95%和98%，使用前用丙酮分别配制成浓度为1 g·L^-1的菲、芘储备液；甲醇（MREDA，美国）为色谱纯；聚甲醛膜（Polyoxymethylene，POM）购自美国CS Hyde公司，使用前，先用甲醇和正己烷分别超声处理30 min^[7]，待溶剂挥发后，密封保存备用；层析柱硅胶（100~200目）为色谱纯，其他试剂均为分析纯，均购自天津第一化学试剂公司；实验用水为Millipore超纯水。无水硫酸钠和硅藻土在使用前经130 ℃烘12 h，硅胶经130 ℃活化16 h，冷却后保存在干燥器中备用。

所用到的仪器分别为恒温培养箱（LI15-2，广州南方生化医学仪器有限公司）、恒温振荡器（SHZ-82，江苏省金坛市友联仪器研究所）、旋转蒸发仪（Hei-VAP Value HB，德国）、加速溶剂萃取仪（ASE-100，DIONEX美国）、高效液相色谱（HPLC，Agilent1200，美国）、氮吹仪（MTN-2800D，天津奥特赛恩斯仪器有限公司）。

1.4 实验方法

取250 g清洁土置于500 mL玻璃广口瓶中，按0、0.1%、1.0%、2.0%的质量比加入生物炭，编号分别为CS0、CS0.1、CS1.0、CS2.0。充分混合均匀后平衡24 h^[14]。在通风橱中向广口瓶内加入菲、芘储备液，使其浓度均为3 μg·g^-1，然后搅拌均匀并使溶剂挥发。再添加一定量0.25 g·L^-1的NaN₃溶液（终浓度为20 μg·g^-1）以避免微生物对PAHs的降解，添加适量去离子水，调节含水率为土壤持水量的60%，土样充分混匀后加盖橡胶塞（事先用铝箔包裹），将广口瓶置于25 ℃培养箱进行暗培养。每个处理设置3个平行。

1.5 PAHs的测定

在培养第0、1、2、3、4、6、8、12、18、24周分别测定土壤中挥发的PAHs含量和土壤中可提取的PAHs总量及有效性含量。测定时，先用20 mL丙酮/正己烷（1:1，V/V）吸收气相中的PAHs。大气采样器流速0.4 L·min^-1，采气时间20 min。将采集后的溶液在旋转蒸发仪上浓缩至1 mL，氮吹至干，用甲醇换相，定容到1 mL，进行HPLC分析。

气相中的PAHs收集完毕之后，打开培养瓶，取一定量土壤样品在铝箔上搅拌均匀，称取2.0 g新鲜土样用于测定可提取的PAHs总量，0.1 g用于测定生物有效性含量，剩余土壤放回广口瓶并压实，将广口瓶再次放回培养箱。总量提取时，将称好的土壤样品与适量硅藻土混匀，转移到加速溶剂萃取仪的不锈钢提取池中，以丙酮/正己烷（1:5，V/V）为萃取剂进行萃取，萃取条件见文献[15]。将所得萃取液旋转蒸发至2 mL，过SPE硅胶净化柱，过柱前先用5 mL的正己烷/二氯甲烷（9:1，V/V）作为洗脱液预淋洗SPE柱并弃去淋洗液，再用20 mL洗脱液分次对SPE柱进行洗脱，将收集的洗脱物浓缩至1 mL，氮吹换相为甲醇，进行HPLC测定，得到土壤中PAHs的总量。

利用POM测定土壤中PAHs的生物有效性含量。具体方法参照文献[16-18]。

1.6 色谱条件及质量控制

HPLC分析条件如下：色谱柱HX754181，柱温30 ℃；流速1 mL·min^-1；流动相为100%的甲醇，进样量10 μL。荧光检测器测定时，菲和芘的激发波长分别是255、333 nm，发射波长分别是370、390 nm。菲和芘的浓度通过外标校正曲线计算而得。

在土壤样品中添加菲和芘的标样（浓度均为100 μg·L^-1），测得菲和芘的回收率分别为95.6%和97.3%，误差不超过10%。同时，对PAHs实验室背景浓度进行测定，其值低于检测限，符合环境样品分析要求。

1.7 数据处理

用SPSS11.5软件进行数据分析，采用Duncan法进行显著性检验（P < 0.05），用Origin 8.0绘图。

2 结果与讨论 2.1 土壤中总PAHs含量

本实验采用暗室恒温培养，避免菲、芘的光降解，同时在土壤中加入NaN₃抑制微生物生长。因此，可以认为菲、芘浓度的降低是挥发及土壤和生物质炭对其吸附所致。

图 1分别是土壤中菲和芘的可提取总量随培养时间的变化。随着培养时间的延长，所有处理中菲和芘的可提取总量均呈降低趋势，而且前6周下降较快，菲的浓度下降了34.5%~42.9%，芘下降了25.1%~40.4%；此后，下降速率减缓，至培养结束，菲下降了50.6%~67.5%，芘下降了42.8%~67.4%。至24周时，土壤/生物质炭对PAHs的吸附已接近平衡，各处理中的PAHs浓度不再明显变化。图 1显示，PAHs的可提取总量随着生物质炭添加量的增加而降低，表现为CS2.0 < CS1.0 < CS0.1 < CS0。这种差异在第0 d（开始时）即表现出来，此时，对照CS0中菲、芘的浓度分别是3.2、3.4 μg·g^-1，明显高于其他3个处理，其中CS0.1、CS1.0和CS2.0中菲浓度分别为3.1、2.7、2.4 μg·g^-1，芘浓度分别为3.1、3.0、2.5 μg·g^-1，说明生物质炭一旦进入土壤，即可对污染物产生强烈的吸附作用。随着培养时间的延长，生物质炭添加量对PAHs可提取总量的影响更加明显。这与Oleszczuk等^[19]的研究结果是一致的，在他们的研究中，施加小麦秸秆生物炭35~45 t·hm^-2的土壤，培养851 d后13种PAHs可溶性总量下降29%~35%。Chen等^[20]的研究也表明，400 ℃热解松针生物炭添加量增加到5%时，对土壤中菲的吸附增强了23.0~70.6倍。图 1还显示，在整个培养过程中，芘的可提取总量的下降率比菲要大。例如，至培养结束时，与对照相比，CS0.1、CS1.0和CS2中菲的下降率分别为15.6%、22.3%和27.4%，而芘的下降率分别为12.8%、25.0%和30.3%，说明生物质炭对芘的吸附要大于菲。Beesley等^[7]研究中也得到了类似的结论：生物炭与土壤混匀培养60 d后，土壤中3环PAHs比4环PAHs的下降率约小10%。

2.2 土壤中PAHs的挥发量

PAHs的挥发量随时间的变化见图 2。PAHs的挥发量也随着培养时间的延长而逐渐降低。在前3周中，菲的挥发量都较大，而不同处理间，炭的添加量越大，挥发出来的菲越少。例如，第3周时，对照CS0中菲的挥发量为29.5 μg·L^-1，而添加炭的处理CS0.1、CS1.0和CS2.0中菲的挥发量分别为20.4、11.4、11.1 μg·L^-1，显著低于对照（P < 0.05），但CS1.0和CS2.0的差异不显著（P>0.05）。可见，土壤中添加生物质炭对菲的挥发具有显著的抑制作用。但当生物质炭的量增加到一定程度时，菲的挥发不再显著降低。其他研究也证实了土壤中添加生物质炭，能显著抑制氯苯、二氯丙烯等的挥发^[21-22]。自第6周开始，菲的挥发量在各处理间的差距逐渐缩小，至第18周时，各处理间已无显著差异（P>0.05）。

土壤中芘的挥发量变化趋势与菲相似，在前3周挥发量较大，此后趋于减缓。但是，与菲相比，在同样的时间点，芘的挥发量明显较低（图 2）。例如，第3周时，各处理中芘的挥发量范围为9.3~11.7 μg·L^-1，而菲的挥发量范围比较高，为11.1~29.5 μg·L^-1，后者是前者的近3倍。这是因为：一方面，芘的分子量较大，蒸汽压（7.3×10^-4 Pa）较小，本身不易挥发；另一方面，生物质炭对土壤中芘的吸附固定作用要强于菲（见2.1节中的讨论）。图 2还显示，除了个别时间点外，芘的挥发量在不同处理间并没有显著差异（P>0.05），也显示了与菲相比，芘更不容易挥发。通过比较生物质炭抑制菲和芘的挥发量的差异，说明生物质炭在抑制有机污染物的挥发时，不仅与施用剂量有关，更与化合物自身的性质有关。在Song等^[21]和Malcolm等^[22]的研究中，氯苯的氯化程度越低，其挥发性越强，而土壤中添加生物质炭后，挥发量依次为三氯苯>四氯苯>五氯苯^[20]。

2.3 PAHs的生物有效性含量

由表 3土壤中PAHs有效性含量随时间的变化可知，在同一个取样时间，菲、芘生物有效性含量在各处理中具有显著差异。例如，第0周时，对照CS0中菲和芘的含量分别为2.10、1.94 μg，显著大于添加生物炭的处理CS0.1（菲1.47 μg、芘1.49 μg），CS1.0（菲0.46 μg、芘0.64 μg）和CS2.0（菲0.31 μg、芘0.38 μg）。这一现象与化合物在土壤中总量的变化趋势一致，说明生物质炭一进入土壤即可降低PAHs的生物可利用性，且生物质炭添加量越大，生物有效性含量越低。有研究^{[16, 23]}证实，土壤中添加生物质炭能有效地减少玉米对菲和其他PAHs的吸收。Zielińska等^[24]也表明，500 ℃热解的污泥生物质炭添加量为5%时，可使土壤中溶解自由态PAHs降低27.0%~49.4%，生物可利用PAHs降低14.2%~29.9%。Gomez-Eyles等^[25]向受PAHs污染的石灰质土壤中加入生物质炭，发现56 d后土壤中总PAHs和生物可利用PAHs分别下降30.5%和34.1%。

随培养时间增加，各处理土壤中菲、芘生物可利用浓度均逐渐降低，但不同处理间污染物浓度下降幅度差异显著。到24周时，添加生物质炭的土壤中菲、芘有效性下降率分别比对照高14.7%~37.3%和23.4%~49.8%；而对照组在培养结束后与初始浓度相比，菲、芘有效性也有明显降低（分别为48.4%和38.7%），说明土壤自身有机质对PAHs的吸附也较为明显。

为了更直观地比较生物质炭对不同分子量PAHs生物有效性的影响，我们对培养24周后，土壤中菲、芘生物有效性减少率（相对于初始浓度）进行对比，结果见图 3。由图 3可以看出，除了CS0处理中，菲的减少率大于芘（这是由于菲的挥发性比较大，总量减少多），CS0.1、CS1.0和CS2.0处理中，芘的减少率均大于菲。可见生物质炭对芘生物有效性的影响要大于菲。这个结果说明生物质炭对土壤中高环化合物生态毒性的控制要强于低环化合物，这一结论对于污染修复具有重要意义。

从以上讨论可以得出，生物质炭对分子量不同的化合物在土壤-大气系统中的归趋的影响具有很大差异。为了进一步说明这种差别，我们进行了以下计算：土壤中菲和芘的初始量（即第0周CS0中的含量，A）、培养结束时各处理中菲和芘的剩余量（B）、培养时间内累计挥发的菲、芘含量（C）、培养结束时土壤自身有机质对菲、芘的吸附值（CS0中吸附值，D），用A-B-C-D的值来衡量生物质炭对不同化合物的吸附-固定能力。结果见表 4。

由表 4可知，CS0.1处理对菲、芘的吸附量相近（菲115.4 μg、芘100.5 μg），而CS1.0（菲164.9 μg、芘215.1 μg）和CS2.0（菲184.8 μg、芘238.0 μg）对芘的吸附量明显大于菲，即生物质炭对分子量更大的芘的吸附-固定能力强于菲，这与生物有效性含量的结果是一致的。以上结果说明，生物质炭能使分子量大的PAHs的可提取总量、生物有效性降低更多，从而降低其生态毒性。这为生物质炭在有机污染土壤修复中的应用提供了重要的实验启示。

3 结论

生物质炭可以有效降低土壤中PAHs的总量和生物有效性含量，且对分子量大的化合物的降低作用更明显。添加生物质炭对土壤中PAHs的挥发有一定抑制作用。因此，可以采用向土壤中添加生物质炭的方法来控制PAHs的生态毒性。本研究结果对利用生物质炭控制和修复有机污染土壤，降低有机污染物的环境风险的实践具有重要的意义。