土壤重金属污染已经成为危害全球生物圈的重大因素，其中土壤镉（Cd）的污染受到广泛关注^[1-3]。土壤较低的Cd浓度即可对植物的生长和发育造成危害^[4-5]。尽管有研究表明低浓度Cd有促进植物生长的作用^[6-8]，但大多数研究显示一定浓度（程度）的Cd胁迫会阻碍植物的生长^{[7, 9]}。同时，Cd会影响土壤中养分的有效性，影响植物对土壤养分的吸收利用^[10-11]，进而形成Cd与养分同时限制植物生长的恶性循环。目前的研究大多关注Cd在植物-土壤系统间的富集、迁移和转化过程及其对植物生理过程的影响^[12-15]，但由于所用材料、处理方式和浓度设置不尽相同，其各异结果导致Cd胁迫对植物养分作用机理尚不清楚。

乡土木本树种具有生物量高、生长迅速、栖息地适应能力强等优势^[16-17]，而迄今为止尚无相关研究关注其在Cd污染条件下的生长适应特征。红椿（Toona ciliata Roem.）作为我国国家级（Ⅱ）重点保护植物，也是我国（亚）热带地区的珍贵速生用材树种，目前陷于濒临灭绝的境地，但对其研究仅有零星报道，如关于其天然居群遗传结构与体内化学成分分析等研究^[18-19]。红椿作为长江上游重要的速生树种，先前研究报道其对土壤（紫色土与冲击土）重金属铅（Pb）具有较强耐受性和积累能力^[17]，而长江上游典型紫色土和冲积土受到重金属污染日趋严重^[20-21]，红椿是否对长江上游典型土壤中大量存在的重金属Cd同样具有较强的耐（抗）性却未见报道。因此，本研究以红椿（T. ciliata）幼苗为试验材料，采用盆栽控制试验，研究不同Cd胁迫条件下红椿幼苗生长以及对养分（C、N、P和K）的积累、分配与利用特征，分析不同Cd胁迫水平对红椿生长适应与养分利用机制的影响，了解红椿对Cd污染的耐受性，以期为深入认识Cd污染条件下植物生长适应过程提供基础数据。

试验设置在四川农业大学成都校区实验基地温室（30°38′N，103°45′E），海拔510~600 m，属亚热带湿润气候区，四季分明，日照偏少，雨量充沛，湿度较大^[3]。供试红椿幼苗为楝科（Meliaceae）香椿属（Toona Roem.）植物，本研究以四川省宜宾市种苗站内生长环境相同且长势一致的一年生红椿种苗（株高约40 cm、地径约8 mm）为供试植物。试供土壤为黄壤，采自雅安市四川农业大学读书公园，其基本理化性质见表 1。

表 1 试供土壤中营养元素、有机质、导电性及Cd的背景值 Table 1 The background values of nutrient elements, organic matter, and electric conductivity(EC)in the studied soil

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2013年3月，将试供土壤风干，研磨，分别经5 mm和2 mm网格过筛，静置，按每盆10 kg（干土）装入塑料花盆（37 cm×25 cm×27 cm），置于大棚中（透光率为80%，温度为27 ℃±2 ℃，相对湿度为75%±3%）待用。2013年6月，选取粗细均匀、生长良好的1年生半木质化红椿幼苗移栽至塑料盆，每盆种植1株，待植物恢复生长后，于2014年5月10日进行不同浓度Cd处理试验。Cd浓度梯度设置为：Control（0 mg·kg^-1）、T1（10 mg·kg^-1）、T2（20 mg·kg^-1）、T3（40 mg·kg^-1）、T4（80 mg·kg^-1）和T5（160 mg·kg^-1），共35盆（包括初始测定5盆），每处理5次重复。Cd添加方法：以CdCl₂与蒸馏水配制成约500 mL溶液均匀施入相应塑料盆中，渗出液反复回收浇灌，直到Cd离子与土壤均匀混合。试验期间，对所有供试植株进行统一浇水，除草防虫和防病等管理，控制浇水量以避免多余水分流出塑料盆，且不喷施农药与追施化肥。

2014年9月10日，测量所有植株的叶长、叶宽、地径、主根长及地上部高。采用破坏性收获法采集所有植株（除用于初始测定植株），并将样品分为根、茎、叶三部分，先后多次用Na₂-EDTA（祛除表面附着离子）和去离子水洗净，105 ℃烘箱内杀青30 min，75 ℃烘干至恒重，计算其根、茎、叶及单株生物量。将样品（根、茎、叶）粉碎研磨过1 mm筛，待测。

植株全C采用K₂Cr₂O₇氧化-FeSO₄滴定法^[22]测定，为保证有机C氧化完全，样品测定时滴定所用FeSO₄标准液体积小于空白标定所消耗体积1/3时，需要减少称取样品量而重做。样品N和P含量测定先采用H₂SO₄-H₂O₂消煮。靛酚蓝比色法^[22]测定N含量，平均回收率99.87%：试验中选择690 nm为测定波长，比色在显色1~6 h内进行；标准溶液H₂SO₄浓度控制在0.7 mol·L^-1左右，待测（标准）液氮浓度控制在0~300 μg·mL^-1，不允许有H₂O₂残存。P含量测定则采用钼蓝法^[23]：在根系、茎干和叶片的干样中加入4 mL HNO₃和1 mL H₂O₂进行消解，450 nm波长下比色，将溶液中残留的H₂O₂加热分解，避免影响比色测定。按照Hernández等^[24]的方法对干样消解测定K含量，其平均回收率为89.05 %。植株Cd含量采用湿样消解法^[25]消解，原子吸收分光光度计（AA320N型，上海精密科学仪器有限公司）测定，Cd测定精度（RSD）为1.97%。试验选择灰化温度为560 ℃，标准加入法测定Cd平均回收率为92.43%。

根据试验初期红椿幼苗各器官生物量和实验结束时相应器官生物量计算不同Cd处理条件下红椿各器官生物量增幅；根据试验期间各器官生物量增幅与C、N、P和K浓度计算红椿幼苗C、N、P和K累积量（即各器官生物量与C、N、P和K浓度之积）与分配特征。单因素方差检验（One-way ANOVA，Tukey检验）用于比较不同Cd处理条件下红椿幼苗的生长特征，生物量增幅和C、N、P和K累积与分配差异，显著性水平设定a=0.05，统计分析均使用SPSS 17.0软件。

图 1显示，红椿各器官中Cd浓度随着Cd处理浓度的增加而显著增加（P < 0.05）。与对照相比，T1处理并未显著改变根系（13.66 mg·kg^-1）、茎干（6.50 mg·kg^-1）和叶片（3.13 mg·kg^-1）中Cd浓度（P > 0.05）；随着Cd处理浓度增大，T5处理下根系（141.47 mg·kg^-1）、茎干（57.78 mg·kg^-1）和叶片（60.23 mg·kg^-1）中Cd浓度较对照分别显著增加27.43、13.49、53.42倍。同时，幼苗各器官中Cd浓度在T4和T5处理间无显著差异，叶片和茎干中Cd浓度在T1、T2与对照处理间亦无明显差异（P > 0.05）。相同浓度Cd处理下，根系中Cd浓度显著大于茎干且大于叶片。

图 1 Cd处理对红椿幼苗根、茎、叶中Cd浓度的影响 Figure 1 Effect of cadmium concentrations of roots, stem, and leaves of Toona ciliata seedlings under different cadmium concentration treatments

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由表 2和表 3可见，不同浓度Cd处理对红椿幼苗生长特性与生物量的影响显著（P < 0.05）。与对照处理相比，10 mg·kg^-1 Cd胁迫（T1）对叶数、根长、株高及根、茎、叶生物量无显著影响（P > 0.05），而叶长、叶宽和地径较对照分别降低7.18%、11.48%和7.38%（P < 0.05）。随着Cd处理浓度增加，叶宽、叶长和叶生物量呈先升后降，在T2处理时达到最高值，较T1处理分别提升了1.43%（P < 0.05）、1.06%（P > 0.05）和3.27%（P > 0.05）。同时，T5处理下叶数、根长、株高及根、茎和总生物量较T1处理分别显著降低40.15%、13.18%、9.66%、20.13%、14.92%和15.60%，R/S比虽未随Cd浓度增加呈现规律性逐渐降低趋势，但其在T5处理下也比T1处理降低5.85%，而地径随Cd处理浓度增加无明显变化（P > 0.05）。

表 2 Cd处理对红椿幼苗生长特性的影响 Table 2 Effect of growth character of Toona ciliate seedlings under different cadmium concentration treatments

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表 3 Cd处理对红椿幼苗各器官生物量及根/茎生物量（R/S）的影响 Table 3 Effect of biomass of Toona ciliate seedlings under different cadmium concentration treatments

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图 2所示，不同浓度Cd处理在不同程度上影响了幼苗根系、茎干和叶片中C、N、P和K浓度。随着Cd浓度增加，根K、叶K和叶N浓度呈先升后降趋势，在20 mg·kg^-1 Cd胁迫（T2）下达到最高值，较对照分别升高96.06%、17.68%和44.28%，而后逐渐降低，到T5处理时呈最低值。相似地，叶C、茎K、根N和茎P浓度在对照、T1和T2处理间无明显差异（P > 0.05），之后随Cd浓度增加而逐渐降低。然而，不同浓度Cd处理对根C与茎C浓度无显著影响（P > 0.05）。

图 2 Cd处理对红椿幼苗根、茎、叶中C（A）、K（B）、N（C）和P（D）浓度的影响 Figure 2 Effect of C(A), K(B), N(C) and P(D) concentrations of roots, stems, and leaves of Toona ciliata seedlings under different cadmium concentration treatments

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不同浓度Cd处理显著影响幼苗各器官中C、N、P和K的积累量（图 3）。与对照处理相比，10 mg·kg^-1 Cd胁迫处理（T1）显著（P < 0.05）升高根K和叶N累积量，分别为68.89%和35.68%，却显著降低茎N、根P和叶P累积量分别为16.26%、22.46%和25.15%（P < 0.05）。随Cd浓度增加，根K、茎K、叶K和叶N累积量均呈先升后降（T2最高），随后逐渐降低并在T5处理达到最低值。根C、根N、茎N、根P和叶P累积量均随Cd浓度增加而降低（T5最低）。茎C、叶C和茎P在对照、T1与T2间无显著差异（P > 0.05），之后随Cd浓度增大而降低。同时，不同浓度Cd处理明显改变了根系、茎干和叶片中C、N、P和K分配（图 4）。随Cd浓度增加，叶N、茎P和根K积累量比例呈现先升后降，根N、茎N、根P、茎K和叶K积累量比例则相反；而叶C积累量比例逐渐增大，叶P积累量比例逐渐降低。同时，C和P累积在根系中的比例显著大于其地上部（茎干+叶片），而N和K在地上部中累积比例高于根系。

图 3 Cd处理对红椿幼苗根、茎、叶中C（A）、K（B）、N（C）和P（D）积累量的影响 Figure 3 Effect of C(A), K(B), N(C) and P(D) accumulations of roots, stem, and leaves of Toona ciliata seedlings under different cadmium concentration treatments

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图 4 Cd处理下红椿幼苗根、茎、叶中C、N、P和K分配特征 Figure 4 Distribution characteristics of C, N, P and K in each organ to total plant of Toona ciliata under different cadmium concentrations

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本研究中，不同浓度Cd处理下红椿幼苗根系中Cd浓度显著高于其地上部浓度（图 1），表明根系对Cd富集能力高于地上部，与先前大多数研究结果一致^{[7, 12, 16]}。这主要是因为植物吸收的Cd作为带正电荷的金属离子极易与组织中带负电荷化合物结合，从而限制部分Cd向地上部（茎干和叶片）运输而累积在根系^[13]；同时，植株根系对重金属离子具有截留作用，借助细胞质子泵产生的能量“主动地”将根细胞中的生物大分子与Cd离子结合成稳定螯合物^[26-28]。这也被认为是植物对逆境胁迫的生存反应。

植物形态上的改变通常也是其适应逆境的基本机制。Cd胁迫常常限制土壤养分的有效性和可利用性，加大植物各器官之间对资源的竞争，进而表现出植物各器官生物量及其分配格局的改变^[29]。本研究中，低Cd浓度处理（ < 40 mg·kg^-1）对红椿幼苗的生长特性（叶数、根长和株高）与生物量（茎、叶和总生物量）无显著影响（表 2、表 3），但高浓度Cd处理（≥40 mg·kg^-1）则抑制其叶片的生长特性（如叶长、叶宽和叶数）、降低植株高度以及生物量。这些研究结果与先前研究类似^[27]，表明植物在Cd胁迫下均表现出生长受阻的现象。

植物通常以改变生物量分配与利用的方式，将有限资源分配到更有效器官而更利于适应逆境^{[21, 30]}。本研究中，低浓度Cd处理（ < 40 mg·kg^-1）对红椿幼苗根、茎、叶生物量及其分配格局改变并不显著（P > 0.05），而较高浓度Cd处理（≥40 mg·kg^-1）则降低其生物量增幅（表 3），表明Cd能够有效地限制土壤养分利用效率，加大植物器官对养分资源的竞争，进而改变红椿幼苗各器官的生物量与分配格局^{[27, 31]}。另一方面，在高Cd浓度处理（160 mg·kg^-1）时，红椿仍然最大限度地增加叶片比例，加大光合产物量以维持生存，这是植物在恶劣条件下的适应机制；而低浓度Cd胁迫并没有显著改变其生物量及其分配格局，则证明了其对Cd污染具有抗性。R/S作为植物获取有限土壤资源维持生长的重要指标，比值越高表明其抗性越强^[14]。本研究中，Cd处理降低了红椿幼苗R/S（表 2），与对桂花（Osmanthus fragrans）的研究结果相悖^[32]，而随着Cd浓度增加变化却不显著，其原因还有待进一步研究。

均衡的营养元素是植物正常生长发育的前提，但重金属能够改变土壤环境，进而影响植物对土壤养分的吸收与利用^[33]。C是植物干物质重要组成元素，C平衡程度决定着其受害程度^[34]。Elser等^[35]对全球492种陆地植物叶片研究显示，其C浓度为（464±32.1）mg·g^-1。本研究中，红椿幼苗在正常条件下（Control）叶C浓度为（368.79±6.66）mg·g^-1（图 2），表明其本身具有较强的C储存能力。随着Cd胁迫浓度的增加，茎C浓度不同程度降低，而根C和叶C浓度却未见显著变化（图 2A）。试验中大量累积的Cd破坏了根、茎细胞透性，扰乱对养分元素吸收、利用，可能是由于植物将吸收的N首先利用在叶片生产以维持最大固C率^[36]。

本研究中较高浓度Cd胁迫（≥40 mg·kg^-1）导致了叶N浓度逐渐降低（图 2C），表明Cd胁迫已经限制了植物对N元素的吸收，进而影响其光合生理过程，抑制植物生长发育。同时，高浓度Cd处理显著降低植物各器官的P浓度，也可能与Cd胁迫条件下植物养分吸收受限有关（图 2D）。随着Cd浓度增加，根N和茎N浓度均逐渐降低，其原因是Cd影响植物体内N代谢限速酶活性而抑制土壤中N元素的吸收，与对桂花（O. fragrans）的研究结果一致^[32]。另一方面，由于根系与茎干为植物中储存N最集中的部分，较低浓度Cd处理（ < 40 mg·kg^-1）使植物吸收、利用与分配N元素达到相对平衡，而对生物量及其对C的分配影响不大（图 2）；相反，较高浓度Cd处理（≥40 mg·kg^-1）显著地抑制植物根生长，降低根生物量比例，增加叶片生物量比例（图 3、图 4），同时也降低了各器官对N的吸收（图 2C）。这种N吸收的减少可能也造成细胞内阳离子有效浓度的降低^[17]，进而增加了Cd的毒性，导致根生物量比例的降低。因此，Cd胁迫对N代谢与利用等生理过程的影响可能是植物在Cd胁迫条件下生理响应特征的主要原因。

P在ATP反应、糖类代谢、蛋白质代谢以及脂类代谢中起重要作用^[4]，并对细胞分裂和植物各器官分化发育，特别是开花结实具有重要作用。本研究中高浓度Cd处理显著降低植物各器官P浓度也可能与Cd胁迫条件下植物养分吸收受限有关。因此，证实了一定程度的Cd胁迫将会导致土壤养分（如P）成为限制植物生长的重要因子之一^[15]。另一方面，由于P能够与土壤中存在的Cd形成难溶化合物，调节Cd在土壤中的生物有效性^[13]，从而影响植物对养分（包括P）的吸收与利用。目前，虽然具体的机制仍然不甚清晰，但这为后续研究提供了有益的思路。

K作为一种重要的抗逆元素对植物细胞渗透压和膨压的调节具有重要作用。本研究中低浓度Cd处理（ < 40 mg·kg^-1）增加了根K和叶K浓度与累积量，而在高浓度Cd处理（≥40 mg·kg^-1）时其含量却显著降低（图 2~图 4），表明介质中Cd²⁺剂量与植物对K⁺的吸收和运输相关，且Cd²⁺可能与K⁺存在某种形式的交互作用。这与Hernández等^[24]的研究结果相类似，但其主要机理还有待进一步研究探索。

植物器官养分积累与分配格局能够响应环境因子的变化^[32]。一种环境刺激机制在最初使得植物形成一种保护特性进而促进系列生理反应，而随着环境胁迫程度增加，这种保护性会随着植物伤害增加而消失，从而导致植物生长下降^{[8, 15]}。本研究中较低浓度Cd处理并未明显改变幼苗叶C积累量（图 3A），且可在轻度Cd污染条件下很好地生长；相对较低浓度Cd处理则仅对根C和N积累量无显著影响（P > 0.05），表明Cd导致的促进植物生长的机制主要作用于根系活动；而高浓度Cd处理抑制了各器官C、N和P的累积，表明高浓度Cd污染可以限制植物对土壤养分的吸收、同化和积累。

较高浓度Cd处理（≥40 mg·kg^-1）抑制了红椿幼苗生长与生物量产生与累积，同时也改变了植物体内C、N、P、K的累积与分配，但低Cd对其并无显著影响；在80~160 mg·kg^-1 Cd处理时，根系中Cd浓度超过了100.00 mg·kg^-1，较地上部更具Cd积累能力；在160 mg·kg^-1重度Cd处理时，红椿仍能通过改变养分累积与利用特征维持生物量生产。尽管这些结果无法完全揭示Cd胁迫对红椿生长、养分吸收、积累与利用的影响机制，但为进一步探讨Cd胁迫下植物生长与适应机制提供了良好的研究基础。